작은 홍어 게놈과 날개의 진화적 출현
Sep 27, 2023
Nature 616권, 495~503페이지(2023)이 기사 인용
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홍어는 날개 모양의 가슴 지느러미가 확대된 신체 구조를 갖고 있어 저서 환경에서 번성할 수 있는 연골 어류입니다1,2. 그러나 이 독특한 특성의 분자적 기반은 여전히 불분명합니다. 여기서 우리는 작은 홍어 Leucoraja erinacea를 게놈 기반 모델로 개발하여 이러한 표현형 혁신의 기원을 조사합니다. 작은 홍어에 대한 고품질의 염색체 규모 게놈 서열을 분석한 결과, 수많은 고대 미세염색체를 포함하여 염기서열이 분석된 다른 게놈과 비교하여 턱뼈 조상의 특징이 많이 보존되어 있는 것으로 나타났습니다. 유전자 발현, 염색질 점유 및 3차원 구조를 포함하여 지느러미 발달 시 광범위한 규제 데이터 세트와 게놈 비교를 결합하여 평면 세포 극성 경로에 관여하는 유전자의 3차원 규제 환경을 변경하는 스케이트 관련 게놈 재배열을 발견했습니다. 평면 세포 극성 신호 전달의 기능적 억제로 인해 앞쪽 지느러미 크기가 감소하여 이 경로가 바토이드 지느러미 형태의 주요 원인임을 확인했습니다. 우리는 또한 앞쪽 가슴 지느러미에서 hox 유전자 발현의 재배치와 일치하는 여러 hoxa 유전자와 상호 작용하는 지느러미 특정 강화제를 식별하고 zebrafish 리포터 분석을 사용하여 앞쪽 지느러미에서 전사를 활성화할 가능성을 확인했습니다. 우리의 발견은 표현형의 진화에서 게놈 재구성과 조절 변이의 중심 역할을 강조하여 수수께끼의 특성의 분자적 기원을 밝힙니다.
척추동물의 기원과 다양화는 주요 발달 혁신의 출현을 동반했습니다2,3. 그중 쌍을 이루는 부속지는 네발동물뿐만 아니라 지느러미 구조가 상당히 다양한 연골어류(chondrichthyans)에서도 형태와 적응의 절묘한 다양성을 보여줍니다2. 바토이드 물고기(홍어와 가오리)의 날개 모양 부속물(그림 1a)은 가슴지느러미가 앞쪽으로 뻗어 머리와 융합되는 흥미로운 예입니다. 이 독특한 구조는 전진 추진력을 생성하고 스케이트가 해저에 서식할 수 있는 수영 메커니즘의 출현으로 이어졌습니다1. 스케이트 발달 지느러미에 대한 전사체 분석을 통해 다른 척추동물에 비해 신호 전달 기울기가 크게 재구성된 것으로 나타났습니다1. 3'hox 유전자와 같은 발달 전사 인자의 재배치는 후방 정점 외배엽 능선(AER)과 유사한 전방 신호 센터를 시작합니다. 이러한 변화는 상어와 홍어 사이의 분기 이후 약 2억 8600만~2억 2100만년 전에 발생했습니다(그림 1b). 그럼에도 불구하고, 이러한 새로운 발현 도메인의 기초가 되는 게놈 및 규제 변화는 여전히 파악하기 어렵습니다.
a, 성체 홍어(L. erinacea)와 Alcian Blue 및 Alizarin Red를 사용한 골격 염색. b, chondrichthyan 및 선택된 osteichthyan 계통의 분기 및 발산 시간을 보여주는 크로노그램(보충 그림 1). c, 날개 모양 지느러미의 확장을 강조하는 상어와 홍어의 가슴 지느러미 골격의 형태학적 차이. 그림은 이전 출판물60에서 재현되었습니다. d, 40개의 스케이트 염색체 사이의 쌍별 Hi-C 접촉 밀도는 가장 작은 염색체(미소염색체) 사이의 증가된 염색체간 상호작용을 보여줍니다. 색상 척도는 로그 변환된 관찰/예상 염색체간 Hi-C 접촉을 보여줍니다. 거대염색체, 거대염색체; meso., 중염색체; 미세., 미세염색체. e, 크기와 GC 비율 사이의 관계를 기반으로 한 작은 스케이트 염색체 분류로 미세염색체의 높은 GC 함량을 강조합니다.
많은 척추동물 진화 혁신은 두 차례의 전체 게놈 복제(WGD)로 인한 실질적인 게놈 재구성의 영향을 받았습니다. 조상 척색염색체는 복제되고 재배열되어 척추동물에 존재하는 핵형의 다양성을 야기합니다4. 동시에, WGD 이후 파라로그 유전자의 광범위한 손실로 인해 규제 요소가 풍부한 유전자 사막이 생성되었습니다5. 흥미롭게도 이러한 게놈 변화는 유전자 조절의 현저한 변화와 병행하여 발달 유전자의 다발성 증가5와 조절 환경의 복잡성6에 기여했습니다. 척추동물에서 규제 환경은 위상학적 연관 도메인(TAD)7,8으로 공간적으로 구성됩니다. TAD는 시스 조절 요소(CRE)와 동족 프로모터 사이의 상호 작용을 촉진하여 정확한 전사 패턴을 구성하는 자가 접촉이 증가된 큰 게놈 영역에 해당합니다. TAD가 유전자 순서의 진화를 제한하는 반면9, 이러한 도메인을 변경하는 게놈 재배열은 발달 표현형10 및 진화적 혁신11,12의 원천이 될 수 있습니다. 그러나 유전자 조절의 진화와 척추동물 WGD 이후 계통별 특성의 출현에 대한 TAD 조직의 중요성은 아직 대부분 탐구되지 않은 상태로 남아 있습니다.
2.5 Mb) scaffolds, with 19 macrochromosomes (>40 Mb), 14 mesochromosomes (between 20 and 40 Mb) and 7 microchromosomes (<20 Mb) that together represent 91.7% of the 2.2 Gb assembly. This chromosome number is within the range reported for other Rajidae species14. Despite technical challenges due to high polymorphism levels (1.6% heterozygosity) and a repeat content dominated by recently expanded LINE retrotransposons (Extended Data Fig. 1), our assembly showed a similar or higher degree of completeness with respect to gene content compared to other sequenced chondrichthyans (BUSCO; Supplementary Table 1)./p> 0.96; Extended Data Fig. 5c), with only 9 and 5 interactions statistically enriched in anterior and posterior fins, respectively (Extended Data Fig. 5d). Promoters with differential looping included hoxa and hoxb genes and the transcription factor alx4 (Extended Data Fig. 5e–g), which are involved in limb development. To confirm those interactions, we performed Hi-C in anterior and posterior pectoral fins, finding only minor variations. Compartment differences were subtle and restricted to less than 10% of the genome (Extended Data Fig. 6a–d). TADs were also extremely similar (Fig. 3d,e and Extended Data Fig. 6e), with insulation score correlations of above 0.98 (Extended Data Fig. 6f). Similarly, high correlations were observed for chromatin loops (Extended Data Fig. 6g) and differential analysis revealed a single significantly stronger loop in the posterior pectoral fin (Extended Data Fig. 6h,i). Notably, the differential contacts predicted by HiChIP were not noticeable (Fig. 3d,e and Extended Data Fig. 6j). The differences in HiChIP data are therefore probably derived from variations in H3K4me3 occupancy, consistent with the selective activation of the hoxa cluster in anterior fins. Overall, both analyses indicate that 3D chromatin folding is largely maintained in the different pectoral fin territories./p> 0.94, Extended Data Figs. 4b and 6f). Definitive boundaries and TADs were then calculated in a merged 25 kb matrix with a window size of 500 kb and using a boundary score cut-off of 1 (Supplementary Table 9) or no cut-off for interspecies comparison analyses with mouse and zebrafish. CTCF motifs and their relative orientations were mined inside ChIP–seq peaks in mouse and zebrafish or merged ATAC–seq peaks between the anterior and posterior pectoral fin samples using Clover99 or FIMO100 (MA0139.1 Jaspar PWM, PWM score threshold of 8). They were later overlapped with previously calculated boundaries. Boundary feature heat maps from Supplementary Fig. 5 were generated using profileplyr101 (https://bioconductor.org/packages/release/bioc/html/profileplyr.html) after binning the different signals in 5 kb windowed bigwig files. Chromatin loops were called using HICCUPS95 with the default parameters in merged replicates of the anterior and posterior fin Hi-C experiments, and in a megamap merging anterior and posterior fin Hi-C maps. A consensus set of loops was then calculated using hicMergeLoops from the HiCExplorer suite102 and reads were counted in the different replicate 10 kb resolution Hi-C maps to perform the differential loop analysis with EdgeR103. Virtual 4C-seqs were plotted from 10-kb-resolution Hi-C matrices using custom scripts./p>